Чтобы определить, можно ли получить и передать RSMV с помощью N. cincticeps и N. virescens , метод, описанный Chen et al. (2016). Вкратце, личинок N. cincticeps и N. virescens 2-й стадии ( n = 50, три биологических повтора) скармливали RSMV-инфицированным растениям риса в течение 2 дней, а затем помещали на здоровые проростки риса на 14 дней.Затем пищеварительные системы насекомых анализировали методом иммунофлуоресцентного окрашивания с помощью N-FITC, как ранее. Между тем, отдельных взрослых цикадок кормили здоровыми сеянцами риса в отдельных пробирках. Проверенные растения заменяли здоровыми каждые 2 дня до гибели насекомых. Мертвых насекомых своевременно собирали и тестировали ген N с помощью ОТ-ПЦР на наличие инфекции RSMV. Вкратце, тотальную РНК (0,5 мкг) от одного насекомого подвергали обратной транскрипции с использованием обратной транскриптазы RevertAid (Thermo) в объеме 10 мкл и 1 мкл кДНК использовали для обнаружения ПЦР.Специфическими праймерами для гена N были N-F (5′-ATGGCAACCGACAAGTCTTTTG-3 ‘) и N-R (5′-CTTGGCTGTATCATCCTCTTCGT-3’). Параметры ПЦР включали один цикл при 95 ° C в течение 5 минут, затем 34 цикла при 95 ° C в течение 30 секунд, 55 ° C в течение 30 секунд и 72 ° C в течение 90 секунд. Проростки выращивали далее для наблюдения за симптомами заболевания и обнаружения с помощью ОТ-ПЦР, как описано выше.

Результаты

Частицы RSMV, накопленные вокруг вироплазмы в VCM насекомых, инфицированных RSMV

Чтобы изучить локализацию RSMV у вирулосодержащих насекомых, мы впервые разработали антитело RSMV N, которое распознает 54.Белок 4 кДа присутствует в белковых экстрактах вирулоносных насекомых, а не белках невирулезных насекомых, что подтверждает, что антитело RSMV N специфически распознает белок RSMV N (рис. 1A). Затем с помощью иммунофлуоресценции и вестерн-блоттинга изучали заражение RSMV и локализацию в VCM. Результаты показали, что белок N локализован в точечных включениях в цитоплазме VCMs R. dorsalis (рис. 1B), и накопление белка N постепенно увеличивалось (рис. 1C).Эти результаты позволяют предположить, что RSMV успешно инфицировал VCMs R. dorsalis . Между тем, наблюдения с помощью электронной микроскопии показали, что бациллообразные вирионы без оболочки были собраны в блоки и локализованы вокруг электронно-плотной вироплазмы в цитоплазме инфицированной RSMV клетки (рис. 1E, панель I), в то время как ни один бациллообразный вирион или электронно-плотная вироплазма не были обнаружены. найдено в ложно инфицированной клетке (рис. 1D). Мы наблюдали только покрытые оболочкой палочковидные вирионы вне VCM (рис. 1F).Кроме того, антитела RSMV N специфически реагировали с матрицей вироплазмы и палочкообразными вирионами (рис. 1G). Эти результаты предполагают, что RSMV N был не только структурным белком частицы RSMV, но также составлял матрицу вироплазмы в инфицированных RSMV VCM.

Рисунок 1 . Субклеточная локализация белка N RSMV в инфицированных вирусом VCM. (A) Вестерн-блоттинг N-белка. Дорожка М, белковый маркер; полоса 1, белковые экстракты из цикадки, инфицированной RSMV; полоса 2, белковые экстракты здоровой цикадки. (B) Иммунофлуоресцентное окрашивание N-FITC (зеленый) и DAPI (4,6-диамидино-2-фенилиндол) (синий) выявило точечные включения в цитоплазме RSMV-инфицированных VCM через 48 ч p.i. Пруток, 100 мкм. (C) Накопление белка N через 2, 4 и 6 дней p.i. CK, фиктивные VCM. (D) Электронная микрофотография здоровой клетки R. dorsalis . Пруток, 2 мкм. (E) Электронные микрофотографии инфицированной RSMV клетки R. dorsalis. Панель I представляла собой увеличенное изображение областей, выделенных рамкой на панели E.Вироплазма и вирусные частицы RSMV были распределены в цитоплазме. (F) Электронная микрофотография вирусных частиц, распределенных вне клетки. На вставках изображение отображается в рамке. (G) RSMV-инфицированные VCM были иммуномечены N-специфическим IgG в качестве первичного антитела с последующей обработкой конъюгированными с частицами золота 15 нм козьими антителами против кроличьего IgG в качестве вторичных антител. Панели II и III представляли собой увеличенные изображения областей в рамке панели G. Стрелки указывают на частицы золота.Полосы на панелях E-G, I, II и III, 100 нм.

Путь заражения RSMV у насекомых-переносчиков, выявленный с помощью конфокальной микроскопии

Чтобы проследить путь заражения RSMV в его переносчике, мы сначала наблюдали анатомию органов, потенциально участвующих в циркуляции вируса, у R. dorsalis с помощью конфокальной микроскопии. Пищеварительный канал R. dorsalis состоял из пищевода, фильтровальной камеры, средней и задней кишки (рис. 2А). Подвешивающая связка выступала из поверхности фильтровальной камеры параллельно пищеводу и доходила до головы.Слюнная железа, сложная ганглиозная масса, поддерживающая связка и мозг соединены вместе в голове (рис. 2А). Сигнал для антигена RSMV не наблюдался в кишечнике, слюнной железе и центральной нервной системе от R. dorsalis , питавшегося здоровым рисом (рис. 2А). Затем мы наблюдали локализацию белка RSMV-N в пищеварительном канале, слюнной железе и сложной ганглиозной массе цикадок в разные дни после первого доступа к больным растениям (padp). На 2-дневной подушечке антиген RSMV N наблюдался в нескольких эпителиальных клетках фильтровальной камеры примерно у 26% испытанных насекомых (рис. 2В, таблица 1).На 4-дневной подушечке RSMV распространился из эпителиальных клеток в висцеральные мышечные ткани фильтровальной камеры примерно у 24% тестируемых цикадок (рис. 2C, таблица 1), но не распространился на гемолимфу (дополнительный рисунок 2B). На 6-дневной подушечке RSMV распространяется на поддерживающую связку примерно в 32% образцов цикадок и на слюнные железы примерно в 8%, что позволяет предположить, что RSMV может эффективно распространяться от поддерживающей связки к слюнным железам (Рисунки 2D, E). Между тем, RSMV распространился из фильтровальной камеры в скрытую кишку, среднюю кишку и передний пищевод примерно у 8, 12 и 8% цикадок, соответственно, но RSMV не распространился на центральную нервную систему (Таблица 1).В это время антиген RSMV N наблюдался примерно в 20% гемолимфе вирулосодержащего вируса R. dorsalis (дополнительная фигура 2С). На 8-дневном падеже RSMV распространился на поддерживающую связку и слюнные железы у большей части исследованных цикадок. В это время RSMV распространился на центральную нервную систему примерно у 20% исследованных цикад и 35% гемолимфы вирулосодержащего вируса R. dorsalis (рисунки 2F, G, таблица 1, дополнительный рисунок 2D). К 12-дневному падению RSMV распространился на весь пищеварительный канал, слюнные железы и центральную нервную систему примерно у 36% цикадок (рисунки 2H, I, таблица 1, дополнительный рисунок 2E).В центральной нервной системе RSMV не только инфицировал сложную ганглиозную массу, но также распределялся в нервном канатике (рис. 2I). Взятые вместе, эти результаты показали, что RSMV сначала накапливается в эпителиальных клетках фильтровальной камеры, переходит к висцеральным мышцам, окружающим фильтровальную камеру, а затем распространяется по поддерживающей связке к слюнным железам (дополнительный рисунок 3). Кроме того, RSMV одновременно распространяется из фильтровальной камеры в среднюю кишку, заднюю кишку, пищевод и гемолимфу, откуда RSMV распространяется в центральную нервную систему.

Рисунок 2 . Путь заражения RSMV насекомыми-переносчиками. Внутренние органы R. dorsalis были окрашены на вирусные антигены N-родамином (красный) и на актин — карбоновой кислотой фаллоидин-Alexa Fluor 488 (зеленый) и исследованы с помощью конфокальной микроскопии. (А) Пищеварительный тракт R. dorsalis . (B) Через 2 дня после первого доступа к больным растениям (padp) RSMV был обнаружен в небольшой области фильтровальной камеры. (C) Через 4 дня прокладки RSMV распространился на более широкую область и вокруг поверхности фильтровальной камеры. (D) Через 6 дней padp RSMV распространился из эпителия фильтровальной камеры на поддерживающую связку, скрытую кишку и среднюю кишку. (E) К 6-дневному падению RSMV распространился по поддерживающей связке к слюнным железам. (F, G) К 8-дневному падению RSMV инфицировал слюнные железы. RSMV присутствовал в слюнных железах. (H) К 12-дневному периоду RSMV распространился на висцеральную мышцу средней кишки. (I) Через 12 дней после введения RSMV присутствовал во висцеральных мышцах задней кишки.Amg, передняя часть средней кишки; Es, пищевод; Fc, фильтровальная камера; Hg, задняя кишка; ММГ, средняя кишка; Mt — мальпигиевы канальцы; Nc — нервный шнур; Pmg, задняя часть средней кишки; Sl, поддерживающая связка; Sg, слюнные железы. Прутки, 100 мкм.

Таблица 1 . Встречаемость антигенов RSMV N в различных органах / тканях R. dorsalis , обнаруженная с помощью иммунофлуоресцентной микроскопии.

Чтобы дополнительно определить, может ли RSMV трансовариально передаваться потомству насекомых, была использована иммунофлуоресцентная микроскопия для отслеживания антигенов RSMV N в репродуктивной системе цикадок на 20-дневной подушке.Антигены RSMV-N наблюдались на поверхности клеток репродуктивной системы: в яичниках и яйцеводах самок или семенниках, добавочной железе и семенных пузырьках самцов, но не появлялись в цитоплазме ооцита или полости яичка и семенниках. пузырек (дополнительный рисунок 1). Кроме того, мы проследили антигены RSMV-N в потомстве вирулоносных цикад с помощью иммунофлуоресцентного окрашивания и ОТ-ПЦР. Однако сигнал для антигена RSMV не наблюдался в кишечнике, слюнной железе и центральной нервной системе у потомков R.dorsalis . Между тем, RSMV не мог быть обнаружен в потомстве от RSMV-положительных самок R. dorsalis с помощью RT-PCR (дополнительная таблица 1). Таким образом, наши результаты предполагают, что неспособность R. dorsalis передавать RSMV потомству (Yang et al., 2017b) может быть связана с барьером яичников, который ограничивает распространение вируса в ооцит.

Инфекционные характеристики RSMV у его насекомых-переносчиков, выявленные с помощью просвечивающей электронной микрофотографии

Для дальнейшего выявления инфекционных характеристик RSMV у R.dorsalis , локализация RSMV в кишечнике, слюнной железе и центральном нерве R. dorsalis наблюдалась с помощью электронной микроскопии. Мы обнаружили, что RSMV формирует вироплазму в цитоплазме эпителия средней кишки и большое количество вирусных частиц без оболочки, расположенных вокруг вироплазмы (рис. 3А). Затем частицы RSMV прошли через базальную пластинку от эпителия средней кишки к тканям висцеральных мышц, где они существовали в виде оболочечных вирусных частиц (рис. 3B). Когда RSMV распространился на поверхность слюнных желез, обернутые вирусные частицы вторглись в клетки слюнных желез из базальной пластинки по механизму, подобному эндоцитозу (рис. 3C), и образовали вироплазму и не покрытые оболочкой вирусные частицы в цитоплазме слюны (рис. 3D).Наконец, вирусные частицы попали в полость железы и стали обволакивать (рис. 3E). В центральной нервной системе частицы RSMV были инфицированы глиальной цитоплазмой и образовали вироплазму и частицы вируса без оболочки (рис. 3F). Однако покрытые оболочкой вирусные частицы были распределены в глиальном слое (рис. 3G), но не были обнаружены в аксонах центральной нервной системы. Эти результаты продемонстрировали, что частицы RSMV отображались в форме без оболочки при распространении в цитоплазме различных тканей и становились обволакиваемыми при распространении в теле насекомого.Между тем, RSMV может распространяться непосредственно в центральную нервную систему через глиальные клетки, но не распространяется по аксонам.

Рисунок 3 . Электронная микроскопия показывает инфицирование RSMV у цикадки R. dorsalis . (A) RSMV сформировал вироплазму и вирусные частицы без оболочки в цитоплазме эпителия фильтровальной камеры. (B) Обволакивающие вирусные частицы, распределенные по висцеральной мышце. Панель I представляла собой увеличенное изображение области в рамке на панели (B) . (C) Обволакивающие частицы вируса инфицировали слюнные железы. Стрелка указывает на эндоцитоз RSMV. (D) RSMV реплицируется в цитоплазме слюнных желез. (E) Частицы RSMV собраны в полости слюнной железы. (F) RSMV инфицировал и образовал вироплазму в глиальных клетках центральной нервной системы. Панель II представляла собой увеличенное изображение заштрихованной области в (F) . (G) Обволакивающие вирусные частицы, распределенные в глиальном слое центральной нервной системы.Apl — апикальная плазмалемма; Топор, аксон; Bl — базальная пластинка; Cy, цитоплазма; Cv, полость; Fc, фильтровальная камера; Gl — глиальный слой; Sc — цитоплазма слюны; Sg, слюнные железы; V — вирусная частица; Vm, висцеральная мышца; Вп, вироплазма. Бары, 100 нм.

Leafhopper

Чтобы определить возможность приобретения и передачи RSMV цикадкой Nephotettix virescens и Nephotettix cincticeps , мы позволили нимфам второй возрастной стадии из невирулезной популяции цикадок питаться в течение 2 дней на зараженных RSMV растениях риса.Затем насекомых выращивали в течение 14 дней на здоровых проростках риса и анализировали иммунофлуоресцентным окрашиванием с помощью N-FITC и RT-PCR, как ранее. На 14-дневный padp белок N не наблюдался в организме N. cincticeps , которые питались здоровыми или инфицированными RSMV растениями (Фигуры 4A, B, Таблица 2). В это время в организме N. virescens , которые питались здоровыми растениями, не наблюдалось сигнала для антигена RSMV (фиг. 4C). Тем не менее, N-белки были плотно визуализированы в пищеварительной системе, сложной ганглионарной массе и слюнных железах примерно в 1 раз.Десять процентов испытанных цикад N. virescens (рис. 4D, таблица 2). Между тем, вирулосодержащие N. virescens все обладали способностью передавать RSMV растениям риса (таблица 2). Таким образом, эти результаты показали, что цикадка N. virescens является новым вектором RSMV.

Рисунок 4 . Заражение RSMV у цикадок Nephotettix cincticeps и Nephotettix virescens на 20-дневной подушке. (A, C) Цадики питаются здоровыми растениями. (B, D) Цыганка, питавшаяся RSMV-инфицированными растениями. Внутренние органы (панель I), центральная нервная система (панель II) и слюнные железы (панель III) цикадок были окрашены на вирусный антиген N-родамином (красный) и на актин фаллоидин-карбоновой кислотой Alexa Fluor 488 (зеленый). и исследовали с помощью конфокальной микроскопии. Amg, передняя часть средней кишки; ЦНС, центральная нервная система; Es, пищевод; Fc, фильтровальная камера; Hg, задняя кишка; ММГ, средняя кишка; Мв, микроворсинки; Nc — нервный шнур; Pmg, задняя часть средней кишки; Sg, слюнные железы.Бары, 100 нм.

Таблица 2 . Эффективность приобретения и передачи RSMV Nephotettix virescens и Nephotettix cincticeps при питании зараженными RSMV растениями риса.

Обсуждение

В целом считается, что репликация рабдовирусов начинается после того, как N-белок накапливается до концентрации, достаточной для того, чтобы опосредовать переключение от транскрипции к репликации (Dietzgen, 2012). RSMV как новый циторхабдовирус реплицировался, и вирион накапливался в цитоплазме инфицированного риса (Yang et al., 2017а). В настоящем исследовании с использованием ВКМ, полученных из R. dorsalis , наш цитопатологический анализ показал, что белок N RSMV локализуется в цитоплазме инфицированных ВКМ и образует точечные включения. Между тем, антитела N специфически реагировали с точечными включениями и вирусными частицами (рис. 1G). Эти результаты являются прямым доказательством того, что RSMV реплицируется в цитоплазме, а белок N является не только компонентом вирусной частицы, но и компонентом матрикса вироплазмы.

RSMV как передаваемый насекомыми вирус размножения растений может серьезно угрожать стабильности производства риса в Китае (Yang et al., 2017a). Таким образом, характеристика вирусной инфекции и механизмов передачи у насекомых имеет важное значение для разработки стратегий, препятствующих передаче вируса. Недавно была изучена биология передачи вируса полосатой мозаики риса цикадкой R. dorsalis (Yang et al., 2017b). Однако механизм заражения RSMV в векторе цикадки до сих пор неизвестен.Наша работа предоставляет прямые доказательства пути заражения RSMV в различных органах и тканях его насекомого-переносчика R. dorsalis с использованием иммунофлуоресцентной микроскопии и электронной микроскопии. Наши результаты показали, что эпителиальные клетки фильтровальной камеры были восприимчивы к инфекции RSMV уже через 2 дня padp, предполагая, что эпителиальные клетки фильтровальной камеры были начальными участками инфекции для проникновения и накопления RSMV (рис. 2B). Это открытие выявило аналогичное начальное место заражения других фитореовирусов, таких как вирус рисовой карликовости (RDV) и вирус рисовой карликовости, в организме их переносчиков цикадки (Chen et al., 2011; Чжэн и др., 2015). Однако первоначальным сайтом заражения другого представителя рабдовируса, такого как вирус желтой полосатой мозаики ячменя и вирус мозаики кукурузы, были, соответственно, внутренняя и средняя кишка их цикад-переносчиков (Ammar and Hogenhout, 2008; Cao et al., 2018). Эти различия указывают на то, что каждый устойчиво-размножающийся вирус растения обладает тканевым тропизмом проникновения вируса среди насекомых-переносчиков. Обычно после репликации в первоначально инфицированных клетках персистентно-размножающиеся вирусы необходимо транспортировать через эпителиальные клетки кишечника к слюнным железам (Hogenhout et al., 2008). Предыдущие исследования показали, что вирусы использовали разные пути, такие как гемоцель, нейротропный, трахеи, висцеральные мышцы или связочно-подобная ткань, чтобы прямо или косвенно распространяться в слюнные железы (Romoser et al., 2004; Ammar and Hogenhout, 2008; Jia et al., 2014; Montero-Astúa et al., 2016). Что касается RSMV, инфекция поддерживающей связки R. dorsalis была гораздо более обширной и произошла намного раньше, чем инфекция других тканей. Кроме того, уже через 6 дней padp RSMV распространился от эпителиальных клеток к висцеральным мышечным тканям камеры фильтра (Рисунок 2C), откуда они продвинулись по поддерживающей связке к слюнным железам (Рисунки 2D, E, Таблица 1 ).Мы предполагаем, что RSMV, возможно, эволюционировал, чтобы избежать барьеров передачи в R. dorsalis , перейдя к слюнным железам через поддерживающую связку. Эти результаты также показали, что минимальный латентный период RSMV у R. dorsalis составлял 6 дней, что согласуется с предыдущим отчетом (Yang et al., 2017b). Более того, RSMV инфицировал только поверхностные клетки репродуктивной системы R. dorsalis , но не инфицировал цитоплазму ооцита или полость семенников и семенных пузырьков (дополнительный рисунок 1) и не передавался потомству цикадок ( Дополнительная таблица 1).Эти результаты показывают, что неспособность R. dorsalis вертикально передавать RSMV была связана с сильными мембранными или тканевыми барьерами в репродуктивной системе.

Как растение, заражающее рабдовирусом, RSMV также может инфицировать сложные ганглиозные образования и нервный шнур центральной нервной системы (рис. 2I). Инфекция RMSV в нервном канатике предполагает, что RSMV может распространяться из центральной нервной системы в тесно связанные ткани через нервный шнур. Эта нейротропная характеристика сходна с характеристиками некоторых рабдовирусов, таких как вирус бешенства (рабдовирус животных, поражающий приматов) и вирус мозаики кукурузы (нуклеорхабдовирус, передаваемый куликами; Ammar and Hogenhout, 2008; Ugolini, 2011).Однако, в отличие от распространения вируса бешенства в аксоне (Ugolini, 2011), обволакивающие частицы RSMV распространяются и распространяются только в «миелиновой оболочке» центральной нервной системы (рис. 3G). Кроме того, в отличие от вируса мозаики кукурузы, который распространился от переднего дивертикула и пищевода к слюнным железам через нервную систему (Ammar and Hogenhout, 2008), инфицирование RSMV в нервной системе произошло позже, чем в других тканях, таких как поддерживающая связка и слюнные железы. железы. В совокупности эти результаты предоставляют убедительные доказательства того, что RSMV использует другой механизм для распространения в центральной нервной системе, что существенно расширяет наши представления о механизме передачи рабдовирусов.

Векторная специфичность вирусов растений обычна в природе, многие вирусы растений передаются определенными или несколькими близкородственными видами насекомых (Hogenhout et al., 2008; Ammar et al., 2009). Специфичность вируса растений в отношении его вектора можно объяснить барьерами передачи, создаваемыми различными тканями насекомых (Hogenhout et al., 2008). Ранее было продемонстрировано, что RSMV эффективно передается R. dorsalis и близкородственным видом N.cincticeps также может переносить RSMV, но не может его передавать (Yang et al., 2017b). В этом исследовании мы обнаружили, что цикадка N. virescens , собранная с поля, показала низкий уровень RSMV-положительных результатов (~ 10%). RSMV инфицировал не только пищеварительный канал, но и слюнные железы N. virescens (рис. 4). В частности, анализы передачи показали, что вирусоносный вирус N. virescens способен передавать RSMV здоровым растениям (таблица 2). Таким образом, мы полагаем, что N.virescens — новый вектор RSMV. Однако N. cincticeps , собранный в Xinning, Guangdong и выращенный в лаборатории в течение примерно 8 лет, не мог нести RSMV при кормлении на зараженных RSMV растениях риса только в течение 2 дней. По данным полевого исследования Янга и др. (2017b) и наши результаты, мы пришли к выводу, что N. cincticeps может нуждаться в более длительном периоде доступа к вирусному приобретению для достижения более низкой скорости приобретения, но не может передавать RSMV здоровым растениям (Yang et al., 2017b). Ли Н.cincticeps — дополнительный вектор RSMV, требующий дальнейшего изучения. Фактически, цикадка N. virescens может передавать RDV (семейство Reoviridae), вирус желтого каскадного роста риса (семейство Rhabdoviridae) и тунгро-ассоциированные вирусы риса (Hsieh et al., 1970; Xie et al., 1981; Hibino, 1983 ). Он также является одним из основных вредителей на озимых рисовых полях в Гуандуне, Китай (Zhong et al., 2004). Таким образом, мы пришли к выводу, что N. virescens может быть одним из зимующих хозяев и эволюционировать, чтобы стать эффективным переносчиком RSMV в ходе продолжающейся эволюции.Таким образом, необходим тщательный мониторинг способности N. virescens передавать RSMV в полевых условиях.

Авторские взносы

DJ и TW разработали и разработали эксперименты. PZ, XS, PL, JS и YY проводили эксперименты. PZ поддерживал линию клеток насекомых. DJ, PZ и XS проанализировали данные. DJ и JW написали рукопись. Все авторы прочитали и одобрили окончательную рукопись.

Финансирование

Эта работа была поддержана Национальным фондом естественных наук Китая (31770166, 31870148, 31501602), Фондом естественных наук провинции Фуцзянь (2017J01435) и Фондом выдающейся молодежи FAFU (XJQ201507).

Заявление о конфликте интересов

Авторы заявляют, что исследование проводилось при отсутствии каких-либо коммерческих или финансовых отношений, которые могут быть истолкованы как потенциальный конфликт интересов.

Дополнительные материалы

Дополнительные материалы к этой статье можно найти в Интернете по адресу: https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fmicb.2018.03258/full#supplementary-material

Дополнительная таблица 1 . RSMV-положительный R.dorsalis размножаются от самок, положительных по RSMV.

Дополнительный рисунок 1 . Заражение RSMV репродуктивных систем самок (A) и самцов (B) цикадки R. dorsalis . Репродуктивные системы цикадки R. dorsalis были окрашены на вирусный антиген N-родамином (красный) и на актин карбоновой кислотой фаллоидин – Alexa Fluor 488 (зеленый) и исследованы с помощью конфокальной микроскопии. Панели I, II и III представляли собой увеличенные изображения заштрихованных областей на панелях (A, B) соответственно.Ag, добавочная железа; Fc, фолликулярная клетка; Le, боковой семявыбрасывающий проток; О, ооцит; Pd, цветоножка; Sv — семенной пузырек; Т — семенники; Vd, семявыносящий проток. Бары, 100 нм.

Дополнительный рисунок 2 . Заражение RSMV в гемоцитах цикадки R. dorsalis . Гемоциты здоровых (A) и вирулосодержащих цикадок R. dorsalis at 4 (B) , 6 (C) , 8 (D) , 12 (E) дней подушечки окрашивали на вирусный антиген с N-FITC (зеленый) и DAPI (синий) и исследовали с помощью конфокальной микроскопии.Прутки, 5 мкм.

Дополнительный рисунок 3 . Путь заражения RSMV насекомыми-переносчиками. Ткани цикадки R. dorsalis отображали в виде светлопольных изображений с N-родамином.

Список литературы

Аммар, Э. Д., и Хогенхаут, С. А. (2008). Нейротропный путь заражения вирусом мозаики кукурузы ( Rhabdoviridae ) в его переносчике курицей Peregrinus maidis. Virus Res. 131, 77–85. DOI: 10.1016 / j.virusres.2007.08.010

CrossRef Полный текст | Google Scholar

Аммар, Э-Д., Цай, К. В., Уитфилд, А. Э., Рединбо, М. Г., и Хогенхаут, С. А. (2009). Клеточные и молекулярные аспекты взаимодействия рабдовирусов с насекомыми и растениями-хозяевами. Annu. Преподобный Энтомол. 54, 447–468. DOI: 10.1146 / annurev.ento.54.110807.0

CrossRef Полный текст | Google Scholar

Цао, К., Сюй, В. Ю., Гао, К., Цзян, З. Х., Лю, С. Ю., Фанг, X. Д. и др. (2018). Характеристики передачи вируса желтой полосатой мозаики ячменя в его переносчике цикадке Laodelphax striatellus . Фронт. Microbiol. 9: 1419. DOI: 10.3389 / fmicb.2018.01419

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Чен, Х., Чен, К., Омура, Т., Уэхара-Ичики, Т., и Вэй, Т. (2011). Последовательное заражение вирусом карлика риса во внутренних органах его насекомого-переносчика после попадания вируса в организм. Virus Res. 160, 389–394. DOI: 10.1016 / j.virusres.2011.04.028

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Чен, Х., Zheng, L., Jia, D., Zhang, P., Chen, Q., Liu, Q., et al. (2013). Вирус рисовой галловой карликовости использует канальцы для облегчения распространения вируса среди культивируемых векторных клеток насекомых, полученных от цикадки Recilia dorsalis . Фронт. Микробный. 23: 206. DOI: 10.3389 / fmicb.2013.00206

CrossRef Полный текст | Google Scholar

Chen, Q., Chen, H., Mao, Q., Liu, Q., Shimizu, T., Uehara-Ichiki, T., et al. (2012). Трубчатая структура, индуцированная растительным вирусом, способствует распространению вируса среди его насекомых-переносчиков. PLoS Pathog. 8: e1003032. DOI: 10.1371 / journal.ppat.1003032

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Чен, К., и Вэй, Т. (2016). Вирусные рецепторы кишечника: передаваемые насекомыми вирусы растений, имеющие сельскохозяйственное значение. Curr. Opin. Наука о насекомых . 16, 9–13. DOI: 10.1016 / j.cois.2016.04.014

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Чен, Ю., Лу, К., Ли, М., Ву, В., Чжоу, Г., и Вэй, Т.(2016). Неблагоприятные эффекты вируса галловых карликов риса на насекомых-переносчиков Recilia dorsalis (Hemiptera: Cicadellidae). Завод Дис. 100, 1–7. DOI: 10.1094 / PDIS-06-15-0713-RE

CrossRef Полный текст | Google Scholar

Дицген, Р. Г. (2012). «Морфология, организация генома, транскрипция и репликация рабдовирусов», в Рабдовирусов: молекулярная таксономия, эволюция, геномика, экология, взаимодействия хозяин-вектор, цитопатология и контроль , ред.Г. Дицген и И. В. Кузьмин (Норфолк, Флорида: Caister Academic Press), 5–12.

Google Scholar

Хибино, Х. (1983). Передача двух тунгро-ассоциированных вирусов риса и вируса вайка риса от дважды или однократно инфицированных исходных растений посредством цикадок. Завод Дис. 67, 774–777. DOI: 10.1094 / PD-67-774

CrossRef Полный текст | Google Scholar

Хогенхаут, С. А., Аммарел, Д., Уитфилд, А. Э., и Рединбау, М. Г. (2008). Взаимодействие насекомых-переносчиков с постоянно передаваемыми вирусами. Annu. Rev. Phytopathol. 46, 327–359. DOI: 10.1146 / annurev.phyto.022508.092135

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Се, С. П. Ю., Чиу, Р. Дж., И Чен, К. С. (1970). Передача вируса преходящего пожелтения риса через Nephotettix impicticeps . Phytopathol. 60: 1534.

Цзя Д., Чен Х., Мао К., Лю К. и Вэй Т. (2012a). Ограничение распространения вируса из средней кишки определяет некомпетентность мелкой бурой кулики как переносчика вируса черной полосатой карликовости южного риса. Virus Res. 167, 404–408. DOI: 10.1016 / j.virusres.2012.05.023

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Цзя Д., Чен, К., Мао, К., Чжан, X., Ву, В., Чен, Х. и др. (2018). Вектор-опосредованная передача устойчиво передаваемых вирусов растений. Curr. Opin. Вирол . 28, 127–132. DOI: 10.1016 / j.coviro.2017.12.004

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Цзя, Д., Го, Н., Чен, Х., Акита, Ф., Се, Л., Омура, Т. и др. (2012b). Сборка вироплазмы вирусным неструктурным белком Pns10 важна для стойкого инфицирования вирусом рваного роста риса в его переносчике насекомых. J. Gen. Virol. 93, 2299–2309. DOI: 10.1099 / vir.0.042424-0

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Jia, D., Mao, Q., Chen, H., Wang, A., Liu, Y., Wang, H., et al. (2014). Канальцы, индуцированные вирусом: средство для быстрого распространения вирионов через базальную пластинку из эпителия средней кишки в переносчике насекомых. Дж. Вирол . 88, 10488–10500. DOI: 10.1038 / nmicrobiol.2017.25

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Liao, Z., Mao, Q., Li, J., Lu, C., Wu, W., Chen, H., et al. (2017). Канальцы, индуцированные вирусом: средство распространения вирионов в клетки ооцитов яичников насекомых-переносчиков. Фронт. Microbiol. 8: 475. DOI: 10.3389 / fmicb.2017.00475

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Ло, М., Грин, Т. Дж., Чжан, X., Цао, Дж., И Цю, С. (2007). Структурные сравнения нуклеопротеина из трех семейств вирусов с отрицательной цепью РНК. Virol. J. 4:72. DOI: 10.1186 / 1743-422X-4-72

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Mao, Q., Liao, Z., Li, J., Liu, Y., Wu, W., Chen, H., et al. (2017). Нитевидные структуры, индуцированные фитореовирусом, опосредуют высвобождение вируса из слюнных желез в его насекомом-переносчике. J. Virol. 91: e00265–17. DOI: 10.1128 / JVI.00265-17

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Монтеро-Астуа, М., Ульман, Д. Э., и Уитфилд, А. Э. (2016). Морфология слюнных желез, тропизм тканей и прогрессирование тосповирусной инфекции у Frankliniella occidentalis . Вирусология 493, 39–51. DOI: 10.1016 / j.virol.2016.03.003

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Ромозер, В. С., Василоски, Л. П. младший, Пушко, П., Кондиг, Дж. П., Lerdthusnee, K., Neira, M., et al. (2004). Доказательства каналов распространения арбовируса из средней кишки комара (Diptera: Culicidae). J. Med. Энтомол. 41, 467–475. DOI: 10.1603 / 0022-2585-41.3.467

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Вэй, Т., Уэхара-Ичики, Т., Миядзаки, Н., Хибино, Х., Ивасаки, К., и Омура, Т. (2009). Ассоциация вируса галловой карликовости риса с микротрубочками необходима для высвобождения вируса из культивируемых векторных клеток насекомых. J. Virol. 83: 10830–10835. DOI: 10.1128 / JVI.01067-09

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Wu, W., Zheng, L., Chen, H., Jia, D., Li, F., and Wei, T. (2014). Неструктурный белок NS4 вируса полосатости риса играет важную роль в распространении вируса в организме насекомых-переносчиков. PLoS ONE 9: e88636. DOI: 10.1371 / journal.pone.0088636

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Се, Л. Х., Линь, Дж.Ю., и Го, Дж. Р. (1981). Новое насекомое-переносчик вируса рисовых карликов. Внутр. Рис Res. Newsl. 6:14.

Ян, X., Хуанг, Дж., Лю, К., Чен, Б., Чжан, Т., и Чжоу, Г. (2017a). Вирус рисовой мозаики, новый циторхабдовирус, заражающий рис через цикадку. Фронт. Microbiol. 7: 2140. DOI: 10.3389 / fmicb.2016.02140

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Ян, X., Чжоу, Т., Чен, Б., и Чжоу, Г. (2017b). Биология передачи вируса полосатой мозаики риса эффективным вектором насекомых Recilia dorsalis (Hemiptera: Cicadellidae). Фронт. Microbiol. 8: 2457. DOI: 10.3389 / fmicb.2017.02457

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Zheng, L., Chen, H., Liu, H., Xie, L., and Wei, T. (2015). Сборка вироплазм вирусным неструктурным белком Pns9 важна для стойкого инфицирования вирусом рисового желчного карлика в его переносчике насекомых. Virus Res. 196, 162–169. DOI: 10.1016 / j.virusres.2014.11.025

PubMed Аннотация | CrossRef Полный текст | Google Scholar

Чжун, Ю., Луо, З., Луо, С., и Лан, Л. (2004). Закономерность возникновения и борьба с болезнью рисового желчного карлика. China Plant Protect. 24, 14–15.

Участие пожилых людей: проекты мозаики из окрашенного риса

Кажется, что мозаики — это проект на два класса для всех, поэтому я планирую, что этот проект займет 2-3 часа от начала до конца.

Dyed Rice Tutorial-

Принадлежности, которые вам понадобятся для окрашивания риса:

Мерный стаканчик
Столовая ложка
Растирающий спирт
Недорогой белый рис
Пищевой краситель — Я использовал флуоресцентные и обычные красители
Пластиковые пакеты для бутербродов
Тарелка для сушки риса на
Контейнеры для хранения с плотными крышками

Создание мозаики —

• Загрузите из Интернета простые витражи с небольшими деталями, такими как геометрические фигуры, цветы, бабочки и птицы.
• Вырежьте узор и приклейте его к черной подложке для открыток, чтобы мозаика была устойчивой (она становится довольно тяжелой)
  

• Используйте густой клей для приклеивания риса, например клей Tacky Glue.

• Работайте только с небольшими участками за раз, нанося клей по краям участка с помощью Q-наконечника. Лучше всего, чтобы все участки мозаики были одного цвета, прежде чем переходить к следующему цвету. (Создает меньше риса «конфетти»)

• Сбросьте излишки в пластиковую пластину, чтобы ее можно было использовать повторно
• Заполните все места, где отсутствует рис, до завершения

Сейчас я работаю над «легким» проектом батика. Изначально я нашла его в блоге That Artist Woman, как и многие другие, и сейчас делаю образец проекта. Проект «Батик» — это определенно проект класса 2-3, поскольку он состоит из нескольких этапов и требует времени для высыхания между этапами. Результаты будут опубликованы позже в этом месяце.

Till Then-

Удачи с новым временем — и готовьтесь к весенним проектам!

Стефан

MicroEssentials® SZ® Rice Zinc Study

ОБЗОР

• Дефицит цинка (Zn) является наиболее распространенным нарушением микронутриентов в рисе (Oryza sativa).Дефицит цинка вызывает множественные симптомы, которые обычно проявляются через две-три недели после посадки. Растения, которым не хватает цинка, остаются низкорослыми и в тяжелых случаях могут погибнуть. У выживших растений может наблюдаться существенная задержка созревания и снижение урожайности (рис. A и B).

• Рис очень чувствителен к нанесению цинка; поэтому очень важно оценить влияние нормы внесения Zn на урожайность риса.

• DAP + AS + ZnSO₄ часто используется в качестве смеси удобрений для риса.

ОПЫТ ПРОБЫ

Урожай: Рис (Oryza sativa)

Год: 2011-2012

Местоположение: 6 испытаний в рисоводческих регионах США (AR, LA, MS).

Схема эксперимента: RCBD для небольших участков с 4 повторениями.

Источник данных: Полевые исследования, проведенные Арканзасским университетом, Государственным университетом Луизаны и Государственным университетом Миссисипи.

Схема эксперимента: RCBD для небольших участков с 4 повторениями.

Условия возделывания: Все испытания соответствовали местным методам возделывания.

P Норма: 80 фунтов P₂O₅ / ac

S Норма: 20 фунтов S / ac, сбалансированная между обработками

Норма Zn: MicroEssentials ^® SZ ^® наносился при 2 фунтах Zn / ac ; DAP + AS + ZnSO₄ наносили с 5 различными дозами Zn (0, 2, 5, 8, 10 фунтов Zn / акр).

Время внесения и метод: Предпосадочная рассылка

РЕЗУЛЬТАТЫ

РЕЗЮМЕ

• Урожайность риса увеличивалась с увеличением количества цинка.

• MicroEssentials ^® SZ ^® при 2 фунтах Zn / ac продемонстрировал выход на 0,9 бушелей / ac выше, чем у смеси DAP при 5 фунтах Zn / ac. Это содержание цинка было в 2,5 раза выше, чем у MicroEssentials ^® SZ ^® .

• Урожайность риса для MicroEssentials ^® SZ ^® при 2 фунтах / акр Zn статистически аналогична смесям DAP + AS + ZnSO₄, применяемым при 5, 8 и 10 фунтах Zn / акр.

  No related posts.